Docentes:
Prof. Dr. João Luis Garcia
Profª. Drª. Regina Mitsuka Breganó
Prof. Dr. Luiz Daniel de Barros
Prof. Dr. Fernando de Souza Rodrigues
Profª. Drª. Amanda Fonseca Zangirolamo
Técnico de Laboratório:
Aldair Calistro de Matos
Fone: (43) 3371-5956
Endereço para envio de Amostras:
Universidade Estadual de Londrina
CCA - Departamento de Medicina Veterinária Preventiva
LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA VETERINÁRIA
Rodovia Celso Garcia Cid, PR 445 - Km 388
Caixa Postal 10.011
Londrina-PR CEP: 86.057-970
Contas para pagamento:
Banco Itaú - agência 4113 conta 01698-6
Banco do Brasil - agência 2755 - conta 20492-0
Exames oferecidos:
Métodos utilizados para pequenos animais e suínos
Willis / Mollay
Faust (giardia e amebas)
Sheather (oocisto de coccideos)
Hoffman (Sedimentação simples ou espontânea.)
Colheita fezes – colher diretamente do reto do animal, de 5 a 15 gr em sacos plásticos ou frascos de boca larga com tampas e identificação individual.
Métodos utilizados para grandes animais (bovinos, equinos, ovinos e caprinos)
Gordon e Whitlock (Mac. Master)
Baermann ou Ueno (Distyocaulus / Strongylóides)
Cultura de larvas de nematódeos ou coprocultura
Colheita fezes – colher diretamente do reto do animal de 20 a 50gr de fezes em sacos plástico ou luvas de palpação com identificação individual. Em se tratando de rebanho aconselha-se colher um nº. representativo, em torno de 10a 15 amostra de cada faixa etária.
Oocistograma – identificação e quantificação de espécies de coccídios existentes em galpões avícolas com forma de auxiliar o monitoramento da coccidiose.
Colheita – colher amostras de cada galpão ao redor de bebedouros e comedouros, estabelecendo um "pool" representativo do galpão. Cada amostra colhida deverá conter 3 a 5 gramas de fezes. Deverão ser acondicionadas em sacos plásticos ou vidros de boca larga com tampa ou na própria luva.
Pesquisa e identificação de ectoparasitas (sarnas):
Colheita – para qualquer espécie, o material deverá ser colhido das bordas das lesões, raspando vigorosamente o local até iniciar o sangramento. O material deverá ser acondicionado em placas de petri ou frasco limpo de boca larga com tampa.
Cerumem de ouvido, colher com cotonetes e acondicionar em placas de petri ou outro recipiente.
Obs.: manter estes materiais com um chumaço de algodão úmido para evitar ressecamento.
Identificação de artrópodes:
Para a identificação, os insetos deverão estar íntegros, ou seja, sem estar faltando partes do mesmo (cabeça, patas, asas e outros) pois são elementos fundamentais na identificação.
Formas da colheita:
Pulgas e piolhos - colheita direta do animal, com auxílio de um pincel umedecido ou pinças de ponta fina, protegida com algodão. Colocá-los em frascos limpos e com tampa;
Carrapatos – colheita manual sobre o animal e colocá-los em frascos adequados com tampa;
Moscas e mosquitos – usa-se redes e armadilhas para capturá-los, armazenando-os em frascos limpos e com tampa;
Bicho-barbeiro – pegar com uma pinça e colocar em frasco limpo;
Outros como larva e berne pode ser retirado diretamente da lesão e acondicionada em frascos adequados com álcool.
O material deverá ser enviado ao laboratório tomando bastante cuidado no transporte.
PCR (Polymerase Chain Reaction):
Exame utilizado para diagnostico de doenças causadas por parasitas por meio da detecção da presença do DNA do agente causador através de técnicas de biologia molecular.
Material: sangue conservado com anticoagulante (EDTA)
Formas da colheita: Colher o sangue num tubo com anticoagulante (EDTA) tomando os seguintes cuidados:
Durante a colheita deixar o sangue escorrer pela parede do tubo para evitar que as hemácias se rompam.
Homogeneizar (misturar) o sangue logo após a colheita.
Remessa de sangue ao laboratório:
O tubo de sangue deve ser acondicionado e transportado em caixas de isopor bem fechado com gelo e de modo que não haja vazamentos.
Agentes:
- Anaplasma sp
- Anaplasma maginale
- Anaplasma Platys
- Babesia sp
- Babesia canis
- Babesia caballi
- Babesia bovis
- Babesia bigemina
- Ehrlichia canis
- leishimania sp
- Mycoplasma sp
- Neospora canis
- Mycoplasma haemofelis
- Trypanossoma sp
- Theileria equi
Obs: será cobrado um exame pra cada agente, consultar disponibilidade do laboratório antes do envio de amostras através do telefone (43) 3371- 5956
Protocolo para envio de amostra para Teste de Carrapaticida “in vitro”
Leia atentamente as instruções:
Carrapatos:
1 – Coletar carrapatos de animais que não receberam tratamento à pelo menos 30 dias;
2 – Os carrapatos devem ser coletados de tamanhos uniformes (coletando os maiores – “aspecto de jaboticaba”) com cuidado para preservar a região bucal intacta, preferencialmente de manhã, coletar fazendo uma rotação do carrapato para evitar que fique no animal a região bucal;
3 – Deve ser coletado um mínimo de 15 carrapatos ingurgitados (os maiores) por animal, num total de 150 a 200 carrapatos por propriedade;
4 – Após a coleta acondicionar em pote ou garrafas identificadas por propriedade, com furos pequenos para entrada de ar e armazenar na porção mais baixa da geladeira (refrigerar somente);
5 – Enviar o quanto antes ao laboratório, sendo demorada a entrega pelos correios ou transportadora deve-se enviar em caixa de isopor os carrapatos com gelo reciclável;
Princípios Ativos:
1 – Caso queira testar o produto utilizado na propriedade enviar uma amostra que dê para diluir em pelo menos 200ml de água (enviar a bula do produto), somente será feito o teste para princípios ativos que tem ação por contato (produtos de aspersão), os princípios ativos Pour-on e injetáveis não serão testados;
2 – Evitar colocar os princípios ativos na mesma caixa ou em contato com os carrapatos, se for enviar tudo no mesmo pacote sempre colocar os princípios em embalagens lacradas;
3 – Quando enviar o princípio a ser testado somente com a bula, colocar este em uma embalagem que evite vazamento e mantenha a bula juntamente ao frasco devidamente identificado com o nome do princípio ou produto, data de validade e número de lote.
OBS: - Não será feito o teste se as amostras (carrapatos e princípios ativos) forem enviadas incorretamente;
- Se os carrapatos apresentarem postura de ovos não será realizado o teste pois isso causará interferência no resultado do princípio ativo;
- Princípios ativos acondicionados em recipientes que não estiverem de acordo com o protocolo não serão testados;
- Princípios ativos que não apresentarem as informações necessárias e fora da validade não serão testados.
Esfregaço sanguíneo:
Material necessário:
Colheita de sangue num tubo com anticoagulante (EDTA) tomando os seguintes cuidados:
Durante a colheita deixar o sangue escorrer pela parede do tubo para evitar que as hemácias se rompam.
Homogeneizar (misturar) o sangue logo após a colheita.
Remessa de sangue ao laboratório:
O tubo de sangue deve ser acondicionado e transportado em caixas de isopor bem fechado com gelo e de modo que não haja vazamentos.
Quando houver a confecção do esfregaço sanguíneo de ponta de orelha ou total na propriedade, o mesmo deverá ser remetido o mais rápido possível (após secas), enroladas em papel limpo e macio;
Não esquecer de identificar cada amostra;
Falhas comumente cometidas na colheita de sangue:
Uso de seringas ou agulhas molhadas ou úmidas causam hemólise;
Exame sorológico para Anaplasma spp., Babesia spp., Ehrlichia spp., ou complexo Tristeza Parasitária Bovina ou Doença do Carrapato, Identificação de microfilárias:
Utiliza-se técnica de Imunofluorescência Indireta ou teste imunoesnzimático para detectar a presença de anticorpo no soro contra esses agentes.
Material necessário:
Colher no mínimo 5ml de sangue num tubo limpo e seco, sem anticoagulante e com tampa;
Enviar ao laboratório com identificação;
Tomar cuidado com o transporte.
Obs.; confirmação de Dirofilária positivo no sorológico, realizar o teste de KNOTT modificado. Para este exame é necessário sangue com heparina.
"in print" ou impressão de tecidos:
Alguns parasitos podem ser identificados através desta técnica como a Babesia bovis, um dos agentes da Tristeza Parasitária Bovina que se situa em capilares. Pedaços de órgão são comprimidos levemente contra uma lâmina, corado e visualizado no microscópio.
Material necessário:
Os principais órgãos usados na técnica são os parenquimatosos com fígado, baço, cérebro, pulmões e rins. Devem ser armazenados refrigerados e enviados, dentro de caixas de isopor com gelo, mais rápido possível.
Necropsia parasitológica:
Órgãos – maior ênfase ao sistema digestivo (helmintos) e também trato respiratório (vermes pulmonares). Para Dirofilárias, envio de sistema cárdio-vascular. Ou também o animal poderá ser enviado para necrospsia parasitológica.
Qualquer que seja o material deverá ser identificado individualmente, acondicionar em caixas térmicas (isopor, collers) com gelo e transportado o mais rápido possível para o laboratório.
Se for usado gelo comum coloca-se em saquinhos plásticos, bem amarrados, evitando molhar o material.
Obs.: quando não existir a possibilidade de transporte imediato do material, manter em refrigeração e não congelar.
