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PARASITOLOGIA E DOENCAS PARASITARIAS

Docentes:

Prof. Dr. João Luis Garcia

Profª. Drª. Regina Mitsuka Breganó

Prof. Dr. Luiz Daniel de Barros

Prof. Dr. Fernando de Souza Rodrigues

Profª. Drª. Amanda Fonseca Zangirolamo

 

Técnico de Laboratório:

Aldair Calistro de Matos 

 

Fone: (43) 3371-5956

 

Endereço para envio de Amostras:

Universidade Estadual de Londrina

CCA - Departamento de Medicina Veterinária Preventiva

LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA VETERINÁRIA

Rodovia Celso Garcia Cid, PR 445 - Km 388

Caixa Postal  10.011

Londrina-PR                 CEP: 86.057-970 

 

Contas para pagamento:

Banco Itaú - agência 4113 conta 01698-6

Banco do Brasil - agência 2755 - conta 20492-0

 

Exames oferecidos:

Métodos utilizados para pequenos animais e suínos

Willis / Mollay

Faust (giardia e amebas)

Sheather (oocisto de coccideos)

Hoffman (Sedimentação simples ou espontânea.)

Colheita fezes – colher diretamente do reto do animal, de 5 a 15 gr em sacos plásticos ou frascos de boca larga com tampas e identificação individual.

Métodos utilizados para grandes animais (bovinos, equinos, ovinos e caprinos)

            Gordon e Whitlock (Mac. Master)

            Baermann ou Ueno (Distyocaulus / Strongylóides)

            Cultura de larvas de nematódeos ou coprocultura

Colheita fezes – colher diretamente do reto do animal de 20 a 50gr de fezes em sacos plástico ou luvas de palpação com identificação individual. Em se tratando de rebanho aconselha-se colher um nº. representativo, em torno de 10a 15 amostra de cada faixa etária.       

Oocistograma – identificação e quantificação de espécies de coccídios existentes em galpões avícolas com forma de auxiliar o monitoramento da coccidiose.

Colheita – colher amostras de cada galpão ao redor de bebedouros e comedouros, estabelecendo um "pool" representativo do galpão. Cada amostra colhida deverá conter 3 a 5 gramas de fezes. Deverão ser acondicionadas em sacos plásticos ou vidros de boca larga com tampa ou na própria luva.

Pesquisa e identificação de ectoparasitas (sarnas):

Colheita – para qualquer espécie, o material deverá ser colhido das bordas das lesões, raspando vigorosamente o local até iniciar o sangramento. O material deverá ser acondicionado em placas de petri ou frasco limpo de boca larga com tampa.

Cerumem de ouvido, colher com cotonetes e acondicionar em placas de petri ou outro recipiente.

Obs.: manter estes materiais com um chumaço de algodão úmido para evitar ressecamento.

Identificação de artrópodes:

Para a identificação, os insetos deverão estar íntegros, ou seja, sem estar faltando partes do mesmo (cabeça, patas, asas e outros) pois são elementos fundamentais na identificação.

Formas da colheita:

Pulgas e piolhos - colheita direta do animal, com auxílio de um pincel umedecido ou pinças de ponta fina, protegida com algodão. Colocá-los em frascos limpos e com tampa;

Carrapatos – colheita manual sobre o animal e colocá-los em frascos adequados com tampa;

Moscas e mosquitos – usa-se redes e armadilhas para capturá-los, armazenando-os em frascos limpos e com tampa;

Bicho-barbeiro – pegar com uma pinça e colocar em frasco limpo;

Outros como larva e berne pode ser retirado diretamente da lesão e acondicionada em frascos adequados com álcool.

O material deverá ser enviado ao laboratório tomando bastante cuidado no transporte.

 

PCR (Polymerase Chain Reaction):

 

Exame utilizado para diagnostico de doenças causadas por parasitas por meio da detecção da presença do DNA do agente causador através de técnicas de biologia molecular.

 

Material: sangue conservado com anticoagulante (EDTA)

 

Formas da colheita: Colher o sangue num tubo com anticoagulante (EDTA) tomando os seguintes cuidados:

 

Durante a colheita deixar o sangue escorrer pela parede do tubo para evitar que as hemácias se rompam.

Homogeneizar (misturar) o sangue logo após a colheita.

 

Remessa de sangue ao laboratório:

O tubo de sangue deve ser acondicionado e transportado em caixas de isopor bem fechado com gelo e de modo que não haja vazamentos.

 

Agentes:

 

- Anaplasma sp

- Anaplasma maginale

- Anaplasma Platys

- Babesia sp

- Babesia canis

- Babesia caballi

- Babesia bovis

- Babesia bigemina

- Ehrlichia canis

- leishimania sp

- Mycoplasma sp

- Neospora canis

- Mycoplasma haemofelis

- Toxoplasma gondii

- Trypanossoma sp

- Theileria equi

 

Obs: será cobrado um exame pra cada agente, consultar disponibilidade do laboratório antes do envio de amostras através do telefone (43) 3371- 5956

 

Protocolo para envio de amostra para Teste de Carrapaticida “in vitro”

Leia atentamente as instruções:

Carrapatos:

1 – Coletar carrapatos de animais que não receberam tratamento à pelo menos 30 dias;

2 – Os carrapatos devem ser coletados de tamanhos uniformes (coletando os maiores – “aspecto de jaboticaba”) com cuidado para preservar a região bucal intacta, preferencialmente de manhã, coletar fazendo uma rotação do carrapato para evitar que fique no animal a região bucal;

3 – Deve ser coletado um mínimo de 15 carrapatos ingurgitados (os maiores) por animal, num total de 150 a 200 carrapatos por propriedade;

4 – Após a coleta acondicionar em pote ou garrafas identificadas por propriedade, com furos pequenos para entrada de ar e armazenar na porção mais baixa da geladeira (refrigerar somente);

5 – Enviar o quanto antes ao laboratório, sendo demorada a entrega pelos correios ou transportadora deve-se enviar em caixa de isopor os carrapatos com gelo reciclável;

 

Princípios Ativos:

1 – Caso queira testar o produto utilizado na propriedade enviar uma amostra que dê para diluir em pelo menos 200ml de água (enviar a bula do produto), somente será feito o teste para princípios ativos que tem ação por contato (produtos de aspersão), os princípios ativos Pour-on e injetáveis não serão testados;

2 – Evitar colocar os princípios ativos na mesma caixa ou em contato com os carrapatos, se for enviar tudo no mesmo pacote sempre colocar os princípios em embalagens lacradas;

3 – Quando enviar o princípio a ser testado somente com a bula, colocar este em uma embalagem que evite vazamento e mantenha a bula juntamente ao frasco devidamente identificado com o nome do princípio ou produto, data de validade e número de lote.

 

OBS: - Não será feito o teste se as amostras (carrapatos e princípios ativos) forem enviadas incorretamente;

- Se os carrapatos apresentarem postura de ovos não será realizado o teste pois isso causará interferência no resultado do princípio ativo;

- Princípios ativos acondicionados em recipientes que não estiverem de acordo com o protocolo não serão testados;

 

- Princípios ativos que não apresentarem as informações necessárias e fora da validade não serão testados.

 

Esfregaço sanguíneo:

Material necessário:

Colheita de sangue num tubo com anticoagulante (EDTA) tomando os seguintes cuidados:

Durante a colheita deixar o sangue escorrer pela parede do tubo para evitar que as hemácias se rompam.

Homogeneizar (misturar) o sangue logo após a colheita.

Remessa de sangue ao laboratório:

O tubo de sangue deve ser acondicionado e transportado em caixas de isopor bem fechado com gelo e de modo que não haja vazamentos.

Quando houver a confecção do esfregaço sanguíneo de ponta de orelha ou total na propriedade, o mesmo deverá ser remetido o mais rápido possível (após secas), enroladas em papel limpo e macio;

Não esquecer de identificar cada amostra;

Falhas comumente cometidas na colheita de sangue:

Uso de seringas ou agulhas molhadas ou úmidas causam hemólise;

Exame sorológico para Anaplasma spp., Babesia spp., Ehrlichia spp., ou complexo Tristeza Parasitária Bovina ou Doença do Carrapato, Identificação de microfilárias:

Utiliza-se técnica de Imunofluorescência Indireta ou teste imunoesnzimático para detectar a presença de anticorpo no soro contra esses agentes.

Material necessário:

Colher no mínimo 5ml de sangue num tubo limpo e seco, sem anticoagulante e com tampa;

Enviar ao laboratório com identificação;

Tomar cuidado com o transporte.

Obs.; confirmação de Dirofilária positivo no sorológico, realizar o teste de KNOTT modificado. Para este exame é necessário sangue com heparina.

"in print" ou impressão de tecidos:

Alguns parasitos podem ser identificados através desta técnica como a Babesia bovis, um dos agentes da Tristeza Parasitária Bovina que se situa em capilares. Pedaços de órgão são comprimidos levemente contra uma lâmina, corado e visualizado no microscópio.

Material necessário:

Os principais órgãos usados na técnica são os parenquimatosos com fígado, baço, cérebro, pulmões e rins. Devem ser armazenados refrigerados e enviados, dentro de caixas de isopor com gelo, mais rápido possível.

Necropsia parasitológica:

Órgãos – maior ênfase ao sistema digestivo (helmintos) e também trato respiratório (vermes pulmonares). Para Dirofilárias, envio de sistema cárdio-vascular. Ou também o animal poderá ser enviado para necrospsia parasitológica.

Qualquer que seja o material deverá ser identificado individualmente, acondicionar em caixas térmicas (isopor, collers) com gelo e transportado o mais rápido possível para o laboratório.

Se for usado gelo comum coloca-se em saquinhos plásticos, bem amarrados, evitando molhar o material.

 

Obs.: quando não existir a possibilidade de transporte imediato do material, manter em refrigeração e não congelar.

 

 

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